TÉCNICAS DE DIAGNÓSTICO POST – MORTEM:

NECROPSIA Y TOMA DE MUESTRAS

1- INTRODUCCIÓN

2- PROTOCOLO Y ANAMNESIS

3- MATERIAL Y CONSIDERACIONES PREVIAS

4- TÉCNICAS BASICAS DE NECROPSIA

5- EXAMEN DE SISTEMAS Y ÓRGANOS

6- TOMA DE MUESTRAS

7- ENVIO DE MUESTRAS

1- INTRODUCCIÓN

El término necropsia proviene del griego: nekros, cadáver; opsis, vista. Si se profundiza más el concepto, cabe definirla como el examen cuidadoso y sistemático del cadáver para determinar los cambios morfológicos sufridos por órganos y sistemas, a fin de establecer la causa de muerte. La necropsia es pues, un método de diagnóstico imprescindible no sólo para el veterinario clínico, sino también para el docente y la experimentación.

Para la obtención de la máxima información del examen pos mortem de un animal es fundamental seguir un proceso riguroso rutinario, que permite la visualización de todos los sistemas. De este modo se asegura la descripción de todas las lesiones posibles, ya que la omisión de alguno o varios sistemas puede llevar a la imposibilidad de diagnosticar un problema por falta de material adecuado para los análisis pertinentes, o incluso llevar a un diagnostico equivocado.

Tiempo transcurrido entre la muerte y la necropsia

La necropsia debe ser realizada lo más próximo a la muerte o al sacrificio del animal y no debe demorarse, en lo posible, más de veinticuatro horas. Cuanto antes se haga menor será el riesgo de confundir una lesión provocada por la enfermedad con un simple cambio post mortem. Las alteraciones post mortem se presentan en un lapso más o menos breve, dependiendo de varios factores, tales como: el estado general del animal, panículo adiposo, el largo del pelo o de la cobertura de lana, la temperatura corporal en el momento de la muerte, la temperatura ambiente, etc. Por otra parte, viene recordar que algunos tejidos sufren alteraciones más rápidamente que otros. Así, por ejemplo, se presentan primero en las adrenales, el epitelio del aparato digestivo, el páncreas, el hígado, los riñones y el sistema nervioso central.

Cambios postmortem

Tan pronto como acontece la muerte de un animal, aparecen ciertas alteraciones de los tejidos, que se conocen como cambios post mortem. Es de importancia conocer éstas alteraciones cadavéricas para poder diferenciarlas claramente de los procesos patológicos.

La rapidez con que se presentan los cambios post mortem dependen de los siguientes factores:

1) Temperatura ambiente. Las altas temperaturas favorecen el proceso de digestión enzimática y bacteriana y además la multiplicación microbiana. Es así como en verano la descomposición de los cadáveres ocurre más rápidamente.

2) Tamaño del individuo. A mayor tamaño mayor rapidez de los cambios post mortem. La razón de esto radica en que los animales grandes requieren un tiempo más largo para que el calor del cuerpo se disipe, y en que poseen un aparato digestivo más voluminoso.

3) Aislamiento externo. Las gruesas cubiertas de piel, plumas, pelos o lana evitan la disipación del calor, es así como en el ovino y en el cerdo los cambios post mortem se observan precozmente debido a la conservación de la temperatura corporal interna, por acción de su cubierta protectora, ya sea lana o panículo adiposo.

Los cambios post mortem son los siguientes:

1) Autólisis: Es la digestión de los tejidos por acción de sus propias enzimas celulares.

2) Putrefacción: Es la descomposición del tejido por la acción de enzimas bacterianas.

3) Rigidez cadavérica (rigor mortis): Es el encogimiento y contracción de los músculos después de la muerte y termina en una rigidez e inmovilización del cuerpo. El rigor mortis comienza en la porción anterior del cadáver y progresa en dirección posterior.

Generalmente aparece después de 6 a 8 horas de la muerte, pudiendo no presentarse en animales flacos. La aparición del rigor mortis es apresurada por elevadas temperaturas ambientales, por el ejercicio, o cuando han ocurrido violentas contracciones musculares como en el tétanos o en el envenenamiento por estricnina. El rigor mortis es retardado por temperaturas exteriores bajas.

El rigor mortis desaparece normalmente entre 24 y 36 horas posteriores a la muerte, pudiendo incluso desaparecer a las 48 horas, y lo hace en dirección cráneo caudal.

Cuando se encuentra un cadáver que no presenta rigidez cadavérica, se debe averiguar si el animal ha muerto hace muy poco (menos de 6 horas), o si lleva más de 24 horas de muerto y el rigor mortis ya ha desaparecido. Para poder dilucidar esto, debemos examinar el grado de deshidratación de la córnea, si ésta está totalmente opaca y deshidratada nos estaría indicando que lleva más de 24 horas de muerto y la rigidez cadavérica ya se ha presentado.

4) Coagulación de la sangre post mortem. La muerte celular de los elementos de la sangre y de las paredes vasculares liberan tromboquinasa la que inicia el proceso de la coagulación.

Los coágulos persisten en el sistema vascular hasta que las enzimas fibrinoliticas celulares y bacterianas causan su digestión y licuefacción.

La coagulación de la sangre puede ser incompleta o bien no presentarse, en enfermedades sistémicas (Carbunco), o bien cuando el mecanismo de la coagulación se ha alterado como sucede en el envenenamiento con trébol dulce o rodenticidas (Warfarina)

5) Imbibición hemoglobínica. Es la coloración rojo violácea de las paredes vasculares y tejidos adyacentes debido a la difusión de la hemoglobina en los líquidos corporales por ruptura de los eritrocitos.

6) Congestión hipostática. Es la coloración violácea de las porciones ventrales de 1os órganos internos y de todo el cadáver debido al descenso gravitatorio de la sangre. Esta se diferencia de la hemorragia porque al corte sale sangre de las venas.

7) Pseudomelanosis. Es la presencia de un pigmento gris, verde o negro en los tejidos posterior a la muerte. Durante el proceso de la putrefacción diferentes tipos de bacterias producen ácido sulfhídrico (H₂S) que se combina con el hierro de la hemoglobina para producir sulfometahemoglobina de color verde o sulfuro de hierro de color negro.

8) Imbibición biliar. Es la coloración amarillo verdosa de los órganos y tejidos vecinos a la vesícula biliar, se debe a la difusión de la colebilirrubina

9) Timpanismo y enfisema post mortem. Es la acumulación de gases en el lumen del aparato digestivo (timpanismo) o dentro de los tejidos (enfisema), debido a la fermentación bacteriana.

10) Ruptura de órganos. Acontece cuando 1os gases producidos por la fermentación bacteriana causan la distensión de órganos como: estómago, intestino, etc.

Criterios para la descripción de las lesiones

Las lesiones encontradas deben ser descritas concisa y objetivamente, evitando interpretaciones diagnósticas.

Ejemplo: Si las lesiones encontradas en un riñón fueron interpretadas como un infarto renal, el veterinario o el estudiante al describir la necropsia deberá hacerlo objetivamente. En vez de escribir simplemente "El riñón presenta un infarto" deberá escribir algo corno "El cortex renal presenta un área rojo oscura, bien demarcada, levemente prominente e irregular, con forma de cuña que se extiende profundamente en el parénquima. El vértice de esta cuña está localizado en la unión cortico medular. Su superficie de corte presenta una zona rojo oscura periférica y un área central de color amarillento, de consistencia friable y seca". Solamente entonces la interpretación de la persona que realizó la necropsia debe ser mencionada y colocada entre paréntesis; en este caso (Infarto)

Una exacta descripción de la lesión aclara por lo común la naturaleza de la misma.

Al realizar una descripción de una lesión o de un órgano se deben considerar los siguientes items.

1) - Localización

Se expresa con exactitud la ubicación o su relación con otros órganos o estructuras tales como adherencias a estructuras adyacentes. Se puede ubicar una lesión de la siguiente manera:

La lesión abarca la totalidad del polo caudal del riñón izquierdo.

2) - Distribución de la lesión

Una lesión puede abarcar todo un órgano siendo difusa; puede abarcar grandes áreas del órgano denominándose localmente extensiva; puede ser focal o multifocal.

3) – Tamaño

Señalar exactamente cual es el tamaño de las lesiones. Las lesiones bien delimitadas pueden medirse exactamente cuando fuera considerado importante.

4) – Color

La sensación de color es subjetiva, no puede valorarse con medidas exactas, El color de un órgano y de la mayoría de las lesiones está determinado por su contenido en sangre. Por consiguiente muchas descripciones comprenden expresiones como rojo, rojo oscuro, negro, rojo brillante, etc. El rojo brillante demuestra una hiperemia activa; por el contrario, un rojo azulado demuestra una hiperemia pasiva o éstasis sanguíneo. Un negro rojizo localizado en el pulmón suele deberse a un infarto hemorrágico.

El color amarillento de las mucosas se debe a un proceso ictérico. Si el color amarillento se localiza en el hígado podemos sospechar de una esteatosis; en general, el color amarillento de los órganos se debe a depósitos de lípidos

5) - Consistencia y textura

Cualidad perceptible por la palpación. Se entiende por consistencia el grado de cohesión y de uniformidad a la palpación que presenta una estructura orgánica. Por lo general se establecen comparaciones con la textura normal del órgano o del tejido que alberga la lesión.

6) - Superficie de corte

La superficie de corte de una lesi6n puede ser semejante a la superficie externa o visible desde el exterior, pero puede ser completamente distinta u ofrecer diversos rasgos inapreciables desde fuera. Por ejemplo: una discreta masa visible en la superficie puede en realidad ser un absceso, un tumor, según las características apreciadas luego en la superficie de sección.

7) - Forma

Las lesiones pueden ser redondas, planas, irregulares, pedunculadas, difusas, etc. Se describe su forma o mismo la falta de una forma definida de un órgano o lesión.

Es imprescindible estudiar los bordes (agudos, obtusos, dentados, irregulares, regulares) Sobre todo en los órganos como pulmón, hígado ya que de su estudio podemos deducir la presencia o no de aumento de volumen o de contenido en su interior.

8)- Contenido

La cantidad y naturaleza del contenido de estructuras tales como el saco pleural, tracto intestinal, vesícula biliar, vejiga, cavidad abdominal o torácica, etc.

A continuación daremos algunos términos que pueden ser usados en la descripción de una lesión.

a) - Consistencia: dura, firme, friable, blanda, gelatinosa, mucoide, seca, caseosa, crepitante, arenosa, granular, elástica, fibrosa, etc.

b) - Forma: ovoide, esférica, elíptica, triangular, achatada, nodular, lobulada, discoide, fusiforme, filiforme, fungoide, vegetante, etc.

c) - Color: se deben usar palabras precisas al designar un color. Indique grado del color y su distribución. Se puede clasificar como oscuro, brillante, claro, pálido, puntillado, etc.

d) - Superficie: Cubierta de pelos, cubierta por exudados (especifique el tipo) ulcerada. Lisa. Irregular. Rugosa. Elevada. Deprimida. Brillante. Opaca. Ondulante. Con escaras. Con alopecia. etc.

e) - Estructuras tubulares. Pueden estar permeables, dilatadas, obstruidas, obliteradas, con divertículos, ramificadas, comunicantes, etc.

f) - Tamaño. Siempre se deberá usar el sistema métrico, mismo como una estimativa. Pesos en gramos. Volúmenes en mililitros o litros. Evite comparaciones como "del tamaño de una naranja" ó imprecisiones como "gran cantidad de liquido", etc.

2- PROTOCOLO Y ANAMNESIS

Es importante protocolar toda la información que se obtiene antes, durante, y después de realizar una necropsia, así como el número y tipo de muestras obtenidas para análisis posteriores. Con el fin de optimizar las posibilidades de comparar los resultados obtenidos, y hacer un seguimiento contundente de las muestras, y los análisis realizados, es conveniente utilizar de forma rutinaria una ficha de necropsias completa y unificada.

Antes de realizar una necropsia es importante considerar y apuntar toda la información disponible, dado que puede facilitar el diagnóstico. De especial importancia es esta recaudación de información - la anamnesis antes de la efectuación de necropsias "diagnósticas" para una población.

3- MATERIAL Y CONSIDERACIONES PREVIAS

Lugar de realización de la necropsia

El lugar donde se efectúa la necropsia no debe ser sujeto a transito de personas o material que luego pase al resto del centro. Lo ideal seria un local con un acceso apartado del resto del movimiento diario del personal.

En la entrada de dicho local es necesario colocar un medio de desinfección para el calzado (bandeja con desinfectante o esponja), con el fin de evitar la distribución de patógenos por el resto del centro. Un local idóneo para efectuar necropsias debe de estar cerrado, con las paredes alicatadas o cubierta de pintura plástica (de mataderos), disponer de una buena fuente de luz, y tener tela mosquitera en las ventanas y la puerta (Contrapuerta).

Las necropsias de animales pequeños se pueden realizar en una tabla de disección o bandeja recubierta con papel absorbente que posteriormente se utilizara para envolver la carcasa y los restos de órganos, todo lo que será colocado en doble bolsa y desechará de la forma más adecuada.

Después de cada necropsia es importante limpiar y desinfectar siempre todos los instrumentos. Limpiar la mesa y el suelo con desinfectante después de cada necropsia efectuada.

Es de gran importancia observar siempre una higiene rigurosa, dado que estamos tratando con material que desconocemos, que puede presentar un riesgo infectocontagioso para el resto de los animales presentes en el centro o para las personas que lo manejen.

Equipo para autopsias

El uso de vestimenta adecuada evita que la necropsia pueda servir como medio de difusión de enfermedades infecto - contagiosas. Sin guantes no se deben hacer necropsias, ya que muchas enfermedades de animales, como rabia, carbunco, salmonelosis, erisipela, toxoplasmosis, listeriosis, etc., se transmiten al hombre.

Se deben limpiar y desinfectar las prendas entre necropsias para impedir la transmisión de microorganismos a otros animales.

Guantes de látex

Mascarillas, gafas, etc.

Material

1) Recipiente con solución de suero fisiológico para lavar los tejidos obtenidos, a fin de observarlos mejor. Nunca lavar los tejidos en agua o en el líquido fijador. La diferencia de osmolaridad entre el tejido y el agua causa tumefacción y ruptura celular. Si utilizamos el líquido fijador este comienza la fijación y produce cambios en la coloración.

2) Recipientes para la fijación de los materiales

Líquido fijador a utilizar. El fijador universal es el formol tamponado al 10% (1x tejido/10x formol). Hay que observar un especial cuidado al manejar el formol ya que es muy irritante para las mucosas al inhalar, puede producir alergias de contacto sin llegar a contactar con la piel, y por último es muy cancerígeno. Hay que procurar manejarlo siempre con guantes, y en habitaciones muy bien ventiladas.

3) Pinzas (con y sin dientes)

4) Varias tijeras (grandes, pequeñas, con punta, con punta roma, viejas para cortar huesos)

5) Mango y hojas de bisturí

6) Balanza. En toda necropsia es importante tomar observaciones cuantitativas., como el peso de animal o de diferentes órganos especificados en el protocolo.

La morfometría, aunque no es una parte indispensable de una necropsia, puede darnos información clave sobre el estado de desarrollo del animal en cuestión en relación con lo considerado normal para la especie.

Pueden resultar de utilidad los pesos de órganos como el corazón, el hígado o el bazo

El peso de cada riñón con y sin su grasa de alrededor (permite determinar el “Kidney Fat Index” que puede dar mucha información sobre la condición física)

7) Alfileres. Son importantes para inmovilizar al animal clavándolo sobre la tabla de disección.

8) Etanol al 70 % para limpiar la zona de la incisión y mantener los pelos fuera de la zona de trabajo, limpiar instrumentos, la mesa o las manos.

9) Implementos para medir: cinta métrica, calibre

10) Ficha

11) Otros: Jeringas (2+5ml), portas, cubres, papel para secar, lápiz, bolígrafo, rotulador, tubos vacíos estériles, placas petri estériles, recipientes con medios especiales, etc.

Consideraciones previas

Junto con la utilización del instrumental descrito anteriormente, se debe hacer uso de los sentidos a fin de evaluar los cambios presentes en el cadáver. La secuencia a seguir ha de ser: 1) inspección, 2) palpación y 3) incisión e inspección de la superficie de corte.

Para establecer un diagnóstico preciso el orden de la necropsia será el siguiente: Identificación del animal, examen externo y examen interno.

Es recomendable el uso rutinario de un formulario/una ficha de necropsia, para dejar constancia de los sistemas examinados, las lesiones observadas, y las muestras obtenidas y su posterior procesamiento

4- TÉCNICAS BÁSICAS DE NECROPSIA

Sólo un método rutinario riguroso de necropsia garantiza la obtención de la máxima cantidad de información presente en cada cadáver y con esto un correcto diagnóstico.

Las técnicas aquí detalladas son las que nosotros utilizamos, pero se citan con un fin meramente informativo. Cualquier técnica que permite visualizar con detalle todos los sistemas, y al mismo tiempo reducir la contaminación cruzada al mínimo asegurando que no se olvida ningún órgano o sistema es válida.

Examen externo

Antes de empezar la necropsia se hará el examen externo minucioso del cadáver, que incluirá: estado de nutrición, aspecto de las mucosas, aberturas naturales, aspecto de la cobertura del cuerpo. Las aberturas naturales explorables son: fosas nasales, cavidad oral, mucosa ocular, oído externo, ano, vulva o prepucio. La presencia de una coloración diferente a la habitual nos indicará modificaciones locales (rojiza en casos de hiperemia o hemorragias) o generales (amarillenta en la ictericia, pálidas en la anemia) Igualmente pueden existir depósitos de sustancias, exudado catarral, purulento o difteroide.

Luego se examinará la piel para comprobar si hay tumefacciones, heridas, ampollas, úlceras, costras, alopecia, parásitos, evidencia de diarrea, tumores cutáneos, etc.

Identificar, cuantificar y/o recoger parásitos externos.

Determinar sexo y edad

Examen interno

1 – Primero fijar el animal con los alfileres, luego mojar al animal con etanol al 70%

2 - Efectuar un corte longitudinal a través de la piel, a lo largo de la mediana ventral del cuerpo desde la boca hasta la sínfisis pubiana. Luego se realizan dos cortes laterales hacia la región de la rodilla (ver diagrama). La incisión debe respetar las glándulas mamarias, en caso de animales hembra dejando a estos órganos con su cubierta cutánea.

3 - Retirar la piel lateralmente. Una vez desprendida la piel, se lleva a cabo el estudio de los tejidos subcutáneo y muscular, articulaciones, glándulas mamarias, tiroides y paratiroides, linfonódulos. Igualmente ha de atenderse el color, coagulabilidad y aspecto de la sangre.

Para el estudio de los linfonódulos debemos fijarnos en su volumen y sobre todo en la superficie de corte, donde veremos cambios de coloración y consistencia.

Nódulos linfáticos.

1 – Cervicales superficiales

2 – Cervicales profundos

3 – Mediastinales

4 – Axilares

5 – Braquiales

A – Timo

B – Bazo

6 – Pancreáticos

7 – Renales

8 – Mesentéricos

9 – Inguinales

10 – Lumbares

11 – Sacrales

12 – Ciáticos

4- Abrir la cavidad abdominal con un bisturí cortando encima de una pinza para evitar daños al tracto digestivo. La apertura de la cavidad abdominal, se realizará practicando un corte en la musculatura abdominal a lo largo de los bordes caudales de las costillas. Continué con una incisión a lo largo de la línea media ventral, desde el esternón hasta el pubis y repliegue la musculatura abdominal hacia la parte dorsal del cuerpo; quedando así al descubierto la cavidad y los órganos que contiene.

Se realizará un estudio cuidadoso de todas aquellas anomalías, tanto de posición como de interrelaciones orgánicas, situación y superficie del diafragma, y sus relaciones con el hígado, bazo y tramos del tracto digestivo. En la región pelviana se observarán igualmente las características de los órganos allí alojados; y en las hembras el aparato genital.

Puede existir un contenido líquido en dicha cavidad. El líquido puede ser sangre, trasudado o exudado, o procedente del tubo gastrointestinal o de la vejiga. La sangre puede ser debida a la rotura de vasos sanguíneos o de un órgano abdominal (hígado, bazo, riñón, etc.) El trasudado lo encontramos en procesos de éxtasis pasivo, como en cardiopatías crónicas o en las parasitosis que cursan con hipoproteinemia.

Además debemos tener en cuenta la cantidad, la transparencia y la consistencia del contenido. Sin existe evidencia de peritonitis colecte el exudado para estudio bacteriológico antes de remover las vísceras. Esto previene la contaminación con bacterias intestinales o contaminantes del medio ambiente.

Anatomía macroscópica después de la

apertura de la cavidad abdominal.

1 – Glándula salival

2 - Caja torácica

3 – Diafragma

4 – Hígado

5 – Intestinos

6 - Glandulas bulbouretrales

7 – Testículos

5- Abrir el tórax incidiendo desde la primera costilla, en dirección caudal, los cartílagos costales (articulación costocondral) a ambos lados, derecho e izquierdo, hasta la última costilla, retirando así el esternón. La incisión debe ser hecha desde dentro hacia fuera, esto permitirá la apertura de la cavidad torácica sin dañar el pulmón o el corazón subyacentes. La parrilla costal puede ser volcada traccionando dorsalmente de las costillas y rompiéndolas en las articulaciones costovertebrales o cerca de éstas. La inspección de la cavidad torácica comprenderá el estudio del contenido, situación de los órganos y la pleura parietal y visceral.

El contenido puede ser líquido. Los acúmulos de líquidos están constituidos por exudado o trasudado (hidrotorax) o sangre (hemotórax) El exudado puede ser seroso, serofibrinoso, purulento (piotórax, empiema)

La observación de la situación de los órganos debe ser minuciosa. Es fundamental observar variaciones de posición y otras anomalías de los pulmones, corazón, esófago, pleuras y especialmente del mediastino, ya que por él transcurren estructuras vasculares y nerviosas importantes.

Debemos prestar atención a las pleuras, en cuanto a cambios de color, opacidad, adherencias, tanto con pulmones como con la pleura parietal. Así como a la presencia de hemorragias o depósitos de sustancias (fibrina, pigmentos, etc.)

Una vez inspeccionada las cavidades, abdominal y torácica, evisceramos sus órganos mediante diversas operaciones.

La evisceración del aparato digestivo se realiza mediante doble ligadura a nivel del cardias y del recto Posteriormente seccionamos en dirección cráneocaudal el tracto digestivo junto con el mesenterio. En la curvatura del duodeno nos llevamos el páncreas, que será desprendido posteriormente.

Antes de retirar los órganos genitourinarios, se examinarán las glándulas adrenales, que se encuentran cerca del polo anterior del riñón. Luego se realizará el examen in situ del tracto urogenital y luego se retirará el sistema urinario manteniendo sus relaciones anatómicas.

Los riñones se desprenden de la fascia retroperitoneal. Los riñones deben quedar unidos a sus uréteres y éstos a la vejiga urinaria, que se ligará a nivel del cuello. De tal modo que se extrae todo el bloque urinario (riñones, uréteres y vejiga)

En las hembras se puede retirar el aparato urogenital completo. Para ello se practica un corte circular alrededor de los genitales externos, seguidamente seccionamos los ligamentos y adherencias con la cavidad pélvica y extraemos todo el aparato en dirección craneocaudal. Esta operación se facilita abriendo la pelvis de modo de tener campo suficiente para la evisceración.

Antes de retirar los órganos torácicos de su cavidad, es conveniente hacer el examen in situ del saco pericárdico.

Primero, ver si hay adherencias entre el pericardio y la pleura; luego, observar la cantidad de líquido que pueda contener el saco pericárdico y su naturaleza, verificar la existencia de adherencias entre sus dos hojas (parietal y visceral)

La evisceración de la cavidad torácica se realiza conjuntamente con los órganos del cuello y de la cavidad oral, de tal manera que se extraen desde la lengua, en dirección cráneo caudal, la faringe, la laringe, la tráquea, el esófago, los pulmones y el corazón.

La extracción del cerebro es la parte más difícil de la necropsia, por lo que a menudo la dejan de lado. Sólo piel, ligamentos, músculos y otros tejidos conectivos unen la columna vertebral a la cabeza. Para su estudio debemos separar la del tronco del animal, practicando cortes sobre los bordes derecho e izquierdo del atlas (primera vértebra)

Cortar todos los tejidos blandos alrededor de la articulación atlanto-occipital, seccione los ligamentos dorsales y ventrales de la articulación y seccione la médula espinal.

Examine la superficie y cápsula articulares, como también el aspecto físico del liquido cefalorraquídeo (LCR) que fluirá cuando la duramadre sea seccionada. En cadáveres con poco tiempo transcurrido desde la muerte, se puede extraer una muestra aséptica del LCR por medio de una punción del espacio subdural, antes de seccionar la duramadre. Si el animal ha muerto varias horas antes, hay una absorción de líquido cefalorraquídeo y es difícil obtenerlo con esta técnica.

Se practican tres cortes, uno transverso a través del hueso frontal, por detrás de los procesos supraorbitarios. Luego dos cortes en ambos lados del cráneo desde el agujero occipital hasta los extremos del corte transversal anteriormente efectuado.

Realizada la craneotomia, se aprecian en primer término las meninges y sus adherencias con los huesos craneales, si las hubiese, posteriormente se hace un corte longitudinal medial de las meninges para la observación del encéfalo y evisceración de este, previo corte de los nervios craneales y olfatorios.

Evite presionar o apretar el tejido nervioso durante el proceso de remoción, para evitar artefactos histológicos. Con tijera y pinza debemos retirar la duramadre y seccionar el tentorium cerebelli, pues sin realizar esta operación es imposible remover el cerebro intacto de la cavidad craneana.

La remoción de la médula espinal de animales requiere mucho tiempo y esfuerzo y rutinariamente no se realiza, a menos que se observen signos clínicos específicos de lesiones medulares. Si se localiza una lesión por el examen clínico, puede ser necesario examinar sólo una porción de ella y no su totalidad.

Para la disección del canal raquidiano deben separarse previamente los psoas mayor y menor, la arteria aorta y la vena cava abdominal y en la cavidad torácica el músculo largo del cuello así como los pilares del diafragma. Posteriormente se da un corte en la última vértebra lumbar y el sacro para separar la pelvis de la columna vertebral. seguidamente retiramos las paredes torácicas, de ambos lados y finalmente separamos la totalidad de la columna del resto de las estructuras del animal.

La abertura del canal raquidiano se realiza incidiendo a nivel de las láminas vertebrales

Una vez practicada la sección y expuesta la médula espinal, cortamos las raíces de los nervios espinales y sacamos la médula espinal junto con la duramadre. Asimismo debemos observar el canal raquídeo por lesiones óseas, en especial desviaciones, fracturas etc.

6 - TOMA DE MUESTRAS

Muestras a guardar

Los análisis complementarios cuyos resultados en combinación con los resultados de la necropsia y los datos disponibles ayudan a obtener un diagnóstico final incluyen:

Histopatología, parasitología, microbiología, virología, toxicología, pero también el examen ultraestructural o técnicas moleculares (micobacterias).

Es recomendable guardar en todas las necropsias una serie de muestras de forma rutinaria, aunque no sean necesarios de inmediato para el diagnóstico del problema sospechado. Del mismo modo es recomendable guardar más cantidad de la imprescindible de cada muestra que se vaya a analizar y de guardar algo de material además del que se manda al laboratorio, para tener material para eventuales análisis adicionales o diferentes que puedan resultar necesarios.

Recomendamos tomar y guardar muestras de diferentes órganos de forma rutinaria durante cualquier necropsia.

7- ENVÍO DE MUESTRAS

Para la calidad de los análisis y con ello de los resultados es decisiva la rapidez con la que una muestra o un cadáver llega al laboratorio en cuestión. Del mismo modo es de gran importancia el estado del material.

Conviene contactar el laboratorio antes del envío del material para en su caso fijar las prioridades y tratar la muestra de diferente manera (Muestras sin congelar son más útiles para parasitología e histopatología mientras la congelación favorece resultados validos en microbología).

Envío de muestras

a) Muestras fijadas en formol

El envío de muestras ya fijadas no tiene requerimiento de rapidez y puede realizarse por correo habitual. Sin embargo es de gran importancia cerciorarse de que el envío no vaya producir fugas de formol, ya que este líquido es muy irritante, puede producir reacciones alérgicas de contacto en la piel e irritaciones de las mucosas tras su inhalación.

Por estas razones es importante disponer de recipientes de cierre hermético, de plástico (vidrio se rompe con frecuencia durante el envío), debidamente marcados con rotulador identificando con claridad su contenido. Estos mismos se envuelven en material absorbente (papel de periódico) y se introducen en una bolsa de plástico, y después en una caja. El envío debe estar acompañado de un informe conteniendo mínimo los siguientes datos:

• Nombre y dirección del remitente y nombre de la persona que realizó la necropsia

• Petición de análisis

• Tipo de material (órganos, tejidos,…)

• Fecha de muerte y de la necropsia

• Lesiones observadas durante la necropsia: Descripción, localización, cantidad

b) Muestras para cultivo

Muestras para cultivo pueden consistir en hisopos en medio de transporte obtenidos durante la necropsia, o muestras de órganos o tejidos en contenedores estériles, bien frescos bien congelados.

Es importante realizar su envío con la mayor brevedad posible y en refrigeración (acumuladores de frío) siguiendo las mismas condiciones mencionadas con anterioridad. Hisopos en medio de transporte han de mantenerse en refrigeración hasta su envío, hisopos que no tienen medio transporte se sumergen idealmente en una reducida cantidad de suero salina para prevenir el secado.

Muestras de tejido que no pueden ser enviados en el mismo día de la necropsia han de congelarse y enviarse en este estado. El informe que acompaña al envío debe contener al igual que para las muestras anteriores los siguientes datos:

• Nombre y dirección del remitente y nombre de la persona que realizó la necropsia

• Petición de análisis

• Tipo de material (órganos, tejidos,…)

• Fecha de muerte y de la necropsia

• Lesiones observadas durante la necropsia: Descripción, localización, cantidad

c) Muestras para análisis toxicológicos

Estas muestras han de remitirse siempre congelados envueltos en papel de aluminio en contenedores cerrados herméticamente.

El informe acompañante debe contener además de los datos mencionados anteriormente y grupo de tóxicos del que se sospecha.